Гормон роста и фертильность: молекулярные механизмы и опыт адъювантной терапии в репродуктологии

ВВЕДЕНИЕ

Локус гена гормона роста (ГР) человека (GH) расположен на длинном плече 17-й хромосомы (17q22-24) и представляет собой кластер протяженностью около 50 тысяч пар нуклеотидов. Он включает пять генов: гипофизарный ГР (GH1/GH-N), плацентарный вариант ГР (GH2/GH-V), хорионические соматомаммотропины 1 и 2 (CSH1, CSH2), а также псевдоген хорионического соматомаммотропина (CSH-L) [1].

Согласно современным данным, локально продуцируемый ГР и ассоциированные с ним сигнальные каскады играют ключевую роль в регуляции функции яичников млекопитающих. Так, нокаут рецептора ГР (рГР) (ген GHR) у мышей приводит к выраженному снижению фертильности, что коррелирует с клинической картиной у женщин с дефицитом ГР [2]. В ветеринарной практике применение экзогенного ГР в протоколах индукции овуляции и осеменения достоверно повышает частоту наступления беременности у крупного рогатого скота [3].

Глубокое понимание паттернов экспрессии, молекулярных механизмов и сигнальных путей системы ГР/рГР в яичниках человека критически важно для разработки таргетных диагностических и терапевтических стратегий. В частности, оптимизация схем заместительной терапии ГР может стать перспективным подходом в преодолении бесплодия и коррекции овуляторных нарушений.

ЭКСПРЕССИЯ ГОРМОНА РОСТА В ГИПОФИЗЕ И ВНЕ ЕГО

Гипофизарный ГР (гГР) экспрессируется, как следует из названия, преимущественно в передней доле гипофиза. Его синтез активируется при связывании специфического белка-активатора с промоторными (цис-активными) последовательностями гена GH1 [4]. Данный транскрипционный фактор, известный как Pit-1 (или POU1F1), относится к семейству POU-доменов и локализуется в ядрах соматотрофов, лактотрофов и тиреотрофов [4]. Pit-1 играет определяющую роль в дифференцировке этих клеточных линий, обеспечивая нормальный морфогенез гипофиза и адекватную секрецию ГР у млекопитающих [5]. Клиническая значимость этого механизма подтверждается тем, что мутации генов Pit-1 и GH1 ассоциированы с тяжелыми формами задержки физического развития у детей [6].

Соматотрофы гипофиза служат основным источником системного ГР: после гипофизэктомии или деструкции железы уровень гормона в сыворотке крови становится практически неопределяемым [7]. Тем не менее экспрессия ГР также зафиксирована в ряде внегипофизарных локаций, включая нервную, иммунную, сердечно-сосудистую и репродуктивную системы, а также костную и мышечную ткани [8]. В данных локусах локально синтезируемый ГР выступает в роли аутокринного или паракринного регулятора, контролируя пролиферацию, дифференцировку и метаболизм клеток. Примечательно, что такая локальная регуляция инициируется в онтогенезе еще до окончательного формирования гипофиза [8].

ЭКСПРЕССИЯ ГОРМОНА РОСТА В ЯИЧНИКАХ

Транскрипты всех пяти генов кластера гормона роста (GH1, GH2, CSH1, CSH2 и CSHL1) выявляются в яичниках женщин как в репродуктивный период, так и в постменопаузе [9]. мРНК и белковые продукты ГР локализованы в ооцитах, клетках стромы и гранулезы [10]. Участие гГР в регуляции ключевых овариальных процессов, в частности фолликулогенеза, свидетельствует в пользу аутокринного и паракринного механизмов действия гормона [11].

Результаты современных исследований, выполненных с применением иммунофлуорометрического анализа, подтверждают наличие белковых продуктов генов GH1, CSH1 и CSH2 (соответственно, гГР, плацентарный лактоген типа А (hPL-A/ПЛГ А) и плацентарный лактоген типа В (hPL-B/ПЛГ В)) в экстрактах тканей яичников независимо от репродуктивного статуса женщины. Примечательно, что концентрация белка гГР остается стабильной в различные этапы репродуктивного старения, в то время как уровни белков семейства плацентарных лактогенов существенно снижаются в постменопаузе [9].

РЕЦЕПТОРЫ ГОРМОНА РОСТА В ЯИЧНИКАХ

Исследования на животных моделях (крысы, свиньи, крупный рогатый скот) продемонстрировали экспрессию рецептора гормона роста (рГР) в ооцитах и клетках гранулезы преантральных фолликулов [12]. У человека белок рГР и его мРНК-транскрипты идентифицированы в ооцитах, клетках гранулезы и строме яичников как в антенатальном периоде, так и у взрослых женщин [10]. Кроме того, экспрессия рГР зафиксирована в клетках желтого тела у различных видов млекопитающих, включая человека, что свидетельствует о значимой роли соматотропной системы в регуляции лютеиновой функции [6].

ВЛИЯНИЕ ГОРМОНА РОСТА НА ЯИЧНИКИ И МАТКУ

ГР способствует повышению фертильности, оказывая прямое воздействие на яичники и матку [13]. Обладая антиоксидантными свойствами, ГР минимизирует повреждение тканей (в том числе после хирургических вмешательств), улучшая общее функциональное состояние яичников. Локально синтезируемый ГР способен связываться с соответствующим рецептором (рГР) в эндоплазматическом ретикулуме. Образующийся комплекс ГР/рГР инициирует рекрутирование и аутофосфорилирование киназы JAK2 на цитоплазматическом домене рецептора [14]. В дальнейшем комплекс рГР/JAK2 индуцирует фосфорилирование белков семейства STAT (STAT5a, STAT5b, STAT1 и STAT3), которые транслоцируются в ядро, модифицируя экспрессию генов и клеточную активность, включая процессы пролиферации [15].

При взаимодействии гонадотропинов (ФСГ и ЛГ) со специфическими рецепторами (рФСГ и рЛГ) активируется сигнальный путь цАМФ/протеинкиназа А, запускающий ключевые фолликулярные процессы: стероидогенез, пролиферацию и дифференцировку клеток [16]. Исследования на культуре клеток гранулезы крыс показали, что ГР потенцирует ФСГ-индуцированную дифференцировку за счет повышения экспрессии рФСГ [17]. Синергичное действие ГР и ФСГ-зависимого цАМФ-сигналинга приводит к увеличению экспрессии рецепторов ЛГ и усилению синтеза прогестерона [18]. У женщин старшего репродуктивного возраста и пациенток с низким овариальным резервом в программах эстракорпорального оплодотворения (ЭКО) включение ГР в протоколы стимуляции сопровождается повышением экспрессии рЛГ, рФСГ и рГР в клетках гранулезы [19]. Таким образом, ГР способен повышать чувствительность клеток гранулезы к гонадотропинам, модулируя стероидогенез и развитие фолликулов [20].

Накопленные данные подтверждают роль ГР как одного из ключевых регуляторов стероидогенеза, фолликулогенеза, созревания ооцитов, частоты овуляции и функциональной активности желтого тела [13]. Несмотря на то, что гонадотропины гипофиза остаются доминирующими регуляторами овариального стероидогенеза, исследования in vitro демонстрируют способность ГР модулировать продукцию эстрадиола и прогестерона [21]. В частности, в клетках гранулезы крупного рогатого скота и лютеинизированных клетках гранулезы человека ГР потенцирует синтез этих стероидных гормонов [13].

Эффекты ГР на стероидогенез имеют межвидовые различия и зависят от гистологической структуры яичника. Так, у свиней ГР стимулирует базальную продукцию прогестерона в желтом теле, не оказывая влияния на развивающиеся фолликулы. При этом ГР усиливает лептин-индуцированный синтез прогестерона фолликулом в периоде перехода в желтое тело. В клетках гранулезы крыс ГР активирует ФСГ-зависимый стероидогенез, не влияя на его базальный уровень. Кроме того, установлено, что ГР способен стимулировать синтез андростерона и других андрогенов в клетках теки крыс вне зависимости от продукции ИФР-1 и цАМФ-сигналинга [6].

Экспериментальные данные на моделях животных подтверждают пролиферативное и антиапоптотическое действие ГР на овариальные фолликулы. Установлено, что введение экзогенного ГР способствует увеличению размеров и количества фолликулов, а также общей массы яичников [11]. На ранних стадиях фолликулогенеза активация примордиальных фолликулов и их последующая трансформация в преантральные структуры протекают независимо от гонадотропинов и регулируются локальными факторами роста по аутокринному и паракринному механизмам [22]. ГР, с большой вероятностью, выступает одним из важных участников этого процесса. Продемонстрировано, что нокаутирование гена рГР (Ghr) у мышей приводит к накоплению примордиальных фолликулов на фоне снижения пула последующих форм с развитием их интенсивной атрезии [23][38]. У животных с дефицитом ГР наблюдается снижение частоты овуляций, имплантаций и численности помомства [23]. При этом терапия экзогенным ГР восстанавливает популяцию развивающихся фолликулов у различных видов млекопитающих с соматотропной недостаточностью [24].

Роль ГР и его сигналинга сохраняется и на поздних этапах развития фолликулов. В частности, нечувствительность тканей к ГР (вследствие дефекта или отсутствия рецептора рГР) ассоциирована с полной остановкой селекции и развития доминантного фолликула, что было продемонстрировано на моделях крупного рогатого скота [25].

Особый интерес представляет влияние ГР на качество ооцитов. Экспериментальные данные подтверждают, что добавление ГР in vitro ускоряет процессы ядерного созревания у различных видов млекопитающих [6]. Показано, что данный эффект реализуется через стимуляцию путем активации экспансии клеток кумулюса (маркер качества ооцита) и супрессию экспрессии коннексина 43 (основного белка щелевых контактов) за счет ингибирования апоптоза и снижения синтеза. Помимо влияния на ядерный аппарат, ГР способствует цитоплазматическому созреванию, так его добавление in vitro значимо улучшает кортикальное распределение органелл в ооцитах лошадей и коров [6].

Регуляторная роль ГР также проявляется в модуляции количества высвобождаемых ооцитов у полиовуляторных видов. У трансгенных мышей с гиперэкспрессией ГР наблюдается увеличение частоты овуляций и численности приплода, в то время как у животных с нокаутом рецептора рГР (мутация GHR-/-, имитирующая синдром Ларона) наблюдается снижение различных параметров фертильности, включая задержку полового созревания, парадоксальное замедленное истощения фолликулярного резерва за счет замедления роста примордиальных фолликулов и уменьшение численности потомства, не связанное с негативным на имплантацию или формирование плаценты [26][40][41]. Примечательно, что данный субфертильный фенотип является частично обратимым при системном введении ИФР-1, что свидетельствует о медиаторной роли ИФР-1 в непосредственной регуляции фолликулогенеза [23].

Кроме того, применение ГР в протоколах суперовуляции у овец позволяет увеличить выход ооцитов [27], а сочетанное использование ГР и ФСГ у данного вида повышает численность пригодных для переноса эмбрионов за счет снижения доли неоплодотворенных яйцеклеток и дегенеративных эмбрионов [28]. Сходный эффект наблюдается и у самок молодых свиней, ежедневное введение ГР повышает частоту овуляций, однако длительная терапия (более 9 дней) приводит к супрессии последующего полового цикла [29].

Поскольку рецепторы к ГР экспрессируются в лютеиновых клетках многих млекопитающих, данный гормон выступает важным регулятором функции желтого тела, оказывая пролиферативное и антиапоптотическое действие [21]. ГР стимулирует пролиферацию лютеинизированных клеток гранулезы человека и ингибирует апоптоз в желтом теле свиней [30]. Напротив, у мышей с нокаутом гена рГР (Ghr) наблюдается повышение интенсивности апоптоза в антральных фолликулах и уменьшение их общего пула [26]. Однако заместительная терапия экзогенным ГР позволяет нормализовать гистологическую картину яичников, а при введении гормона наблюдается активация покоящихся примордиальных фолликулов и восстановление численности антральных фолликулов [43].

Поддерживающее влияние ГР на функциональную активность желтого тела может быть опосредовано стимуляцией синтеза прогестерона, который сам по себе является мощным антиапоптотическим фактором [31]. Кроме того, на ранних стадиях формирования желтого тела у крупного рогатого скота ГР in vitro, совместно с другими регуляторными пептидами, индуцирует секрецию простагландина F2α, что на данном этапе способствует продукции прогестерона и поддержанию жизнеспособности лютеиновой ткани [32].

СИНЕРГИСТ ГР — ИФР-1

Накопленные данные свидетельствуют о сочетанном действии ГР и ИФР-1, которые способствуют дифференцировке клеток теки и гранулезы в лютеиновые клетки [33]. Молекулярный механизм реализации эффектов гГР включает его взаимодействие с рГР, что инициирует рекрутирование и фосфорилирование киназы JAK2 на цитоплазматическом домене рецептора [15]. Активированный комплекс рГР/JAK2 обеспечивает фосфорилирование транскрипционного фактора STAT5b, который индуцирует экспрессию ИФР-1 в гепатоцитах [15][16]. Аналогичный внутриклеточный сигнальный путь ГР/рГР ответственен за локальную продукцию ИФР-1 в клетках гранулезы (продемонстрировано на моделях крыс) [34]. Несмотря на разнообразие нижележащих каскадов ФСГ и ЛГ, современные исследования подтверждают наличие выраженного синергизма между путями ФСГ/ЛГ и ГР/ИФР-1 [33].

Результаты исследований на животных моделях и в клинической практике указывают на то, что наряду с ГР ИФР-1 также выступает регулятором стероидогенеза, клеточной пролиферации и фолликулогенеза [33]. Установлено, что концентрации ГР и ИФР-1 в фолликулярной жидкости достоверно выше в фолликулах, содержащих ооциты с нормальной морфологией, что подтверждает корреляцию уровней данных факторов с качеством женских гамет [35]. ИФР-1 также способствует созреванию ооцитов in vitro, так добавление ИФР-1 в культуральную среду незрелых ооцитов повышает процент созревания и улучшает морфофункциональные их характеристики [36]. Таргетная делеция гена Igf1 у мышей приводит к развитию фенотипа карликовости и бесплодия и характеризуется глубоким нарушением овуляции (как спонтанной, так и индуцированной гонадотропинами), накоплением пула примордиальных и первичных фолликулов на фоне отсутствия антральных [42].

ГОРМОН РОСТА И КАЧЕСТВО ООЦИТОВ ЧЕЛОВЕКА

При проведении программ ЭКО от 10 до 60% полученных ооцитов имеют различные морфологические аномалии. К ним относятся нарушение формы гаметы, наличие диффузных цитоплазматических вакуолей, гранулярность ооплазмы, рефрактерные тельца, расширение перивителлинового пространства, присутствие детрита, а также увеличение объема или фрагментация первого полярного тельца [44]. Эти дефекты могут быть обусловлены как внутренними факторами (возраст пациентки, генетические нарушения), так и внешними воздействиями (особенности питания, протоколы индукции овуляции, условия культивирования).

Установлено, что уровни ГР и ИФР-1 в сыворотке крови положительно коррелируют с морфофункциональными характеристиками фолликулов, зрелостью ооцитов и концентрацией стероидных гормонов [45]. Анализ фолликулярной жидкости (ФЖ) пациенток в циклах ЭКО выявил прямую связь между содержанием ГР и частотой получения ооцитов, давших начало жизнеспособным эмбрионам для переноса [46]. Сходным образом концентрация ИФР-1 в ФЖ положительно коррелирует с количеством зрелых ооцитов [45]. Результаты проспективных пилотных исследований подтверждают, что уровни ГР и ИФР-1 в фолликулярной жидкости достоверно выше в группах с нормальной морфологией ооцитов (соответственно, и с большей частотой оплодотворения) по сравнению с группами, где более 50% гамет имеют аномалии [47].

Относительно качества эмбрионов данные литературы остаются дискуссионными: в ряде работ высокие концентрации ГР в ФЖ ассоциировались с повышенной скоростью дробления, оптимальной морфологией и высоким имплантационным потенциалом эмбрионов, однако в других исследованиях статистически значимой связи не выявлено. Тем не менее рандомизированные контролируемые исследования с применением протоколов на основе агонистов ГнРГ демонстрируют, что адъювантная терапия ГР увеличивает общее число полученных и зрелых ооцитов, частоту оплодотворения, а также количество перенесенных и криоконсервированных эмбрионов [48]. Показано, что включение ГР в протоколы стимуляции потенцирует ответ яичников на гонадотропины [49]. Кроме того, добавление ИФР-1 в среду для созревания ооцитов in vitro способствует увеличению доли зрелых гамет и снижению частоты их морфологических дефектов [36].

КЛИНИЧЕСКОЕ ПРИМЕНЕНИЕ ГОРМОНА РОСТА ПРИ ЖЕНСКОМ БЕСПЛОДИИ

Результаты у женщин с недостаточным ответом яичников на лечение

Клинические данные подтверждают, что концентрация ИФР-1 в ФЖ положительно коррелирует с числом растущих фолликулов и отрицательно — с суммарной дозой и продолжительностью гонадотропной стимуляции яичников [50], а высокие уровни ГР в ФЖ ассоциированы с более эффективным оплодотворением, качеством эмбриогенеза, а также повышенной частотой имплантации и наступления беременности [46]. Несмотря на это, в ряде исследований не было выявлено значимого улучшения клинических исходов при включении ГР в общие протоколы ЭКО [6]. В связи с этим дальнейший научный поиск сосредоточился на применении ГР исключительно у пациенток с «бедным» овариальным ответом. Хотя экспериментальные модели демонстрируют явные преимущества ГР в регуляции фолликулогенеза, клиническая значимость его адъювантного использования в программах ВРТ для определенных групп пациентов остается предметом дискуссий из-за существенной гетерогенности критериев включения в существующих исследованиях [6]. Эффективность применения ГР у пациенток с «бедным» ответом была проанализирована в нескольких метаанализах (табл. 1).

Несмотря на полученные данные, влияние адъювантной терапии ГР на частоту живорождения у данной категории пациенток остается неопределенным ввиду высокой вариабельности дозировок и режимов введения препарата в проанализированных исследованиях. Для окончательного определения роли ГР в программах ЭКО у пациенток со сниженным овариальным резервом необходимо проведение дальнейших крупномасштабных высококачественных РКИ.

Результаты у женщин с низким качеством ооцитов или нарушением развития эмбрионов

Низкое качество ооцитов и последующее нарушение эмбриогенеза являются основными причинами неудач программ ЭКО или переносов эмбрионов. Эта проблема актуальна и для пациенток с нормальным овариальным ответом, так как существует тесная взаимосвязь между морфофункциональными характеристиками ооцитов/эмбрионов и частотой наступления беременности [57]. Исследования показывают, что ГР способен улучшать митохондриальную функцию, а также ядерное и цитоплазматическое созревание ооцитов у пациенток старшего репродуктивного возраста и женщин с «бедным» ответом, что определяет потенциал включения ГР в протоколы стимуляции с целью увеличенияя числа зрелых ооцитов и повышения качества полученных эмбрионов [51].

В исследовании Li et al., включавшем 158 пациенток с неудачными попытками ЭКО в анамнезе из-за отсутствия эмбрионов высокого качества, применение ГР в дозе 3 МЕ/сутки привело к достоверному увеличению количества полученных ооцитов и дробящихся эмбрионов. Это, в свою очередь, обеспечило более высокие показатели имплантации, клинической беременности и живорождения. Примечательно, что клетки кумулюса в группе ГР характеризовались более высоким числом копий митохондриальной ДНК по сравнению с контролем, что указывает на потенциальное положительное влияние ГР на энергетический статус ооцитов и их потенциал к дальнейшему развитию [58]. Систематический обзор Duffy et al. подтверждает данные выводы, указывая, что адъювантная терапия ГР потенцирует ответ яичников на стимуляцию, увеличивает выход ооцитов и эмбрионов, способствуя росту частоты наступления беременности и живорождения [49].

БЕЗОПАСНОСТЬ И ПОТЕНЦИАЛЬНЫЕ РИСКИ ПРИМЕНЕНИЯ ГР В ПРОТОКОЛАХ ВРТ

В настоящее время краткосрочное применение ГР в программах ВРТ характеризуются благоприятным профилем безопасности и не вызывает серьезных опасений в клинической практике. Тем не менее использование ГР потенциально сопряжено с рисками при активных онкологических процессах и ряде метаболических нарушений, таких как сахарный диабет [59]. Установлено, что применение соматотропина может индуцировать значимые метаболические изменения, включая развитие инсулинорезистентности, нарушение толерантности к глюкозе, дислипидемию и активацию ренин-ангиотензиновой системы [59].

В то же время систематический обзор van Bunderen et al. продемонстрировал, что длительная заместительная терапия ГР оказывает протективное действие, снижая риск переломов, сердечно-сосудистых осложнений и инсульта, не повышая при этом риск развития злокачественных новообразований [60]. Несмотря на имеющиеся данные о безопасности, клиницистам следует учитывать потенциальные побочные эффекты и проводить всестороннюю индивидуальную оценку состояния пациентки при выборе дозировки и схемы применения ГР в циклах ВРТ.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Адъювантная терапия ГР применяется в программах ВРТ на протяжении трех десятилетий. Помимо секреции в передней доле гипофиза, ГР и его функциональный рецептор экспрессируются непосредственно в тканях женской репродуктивной системы, включая яичники и матку. Данные экспериментальных и клинических исследований свидетельствуют о том, что ГР и ИФР-1 играют фундаментальную роль в регуляции ключевых овариальных процессов: активации примордиальных фолликулов, фолликулогенезе, стероидогенезе, созревании ооцитов и обеспечении условий для имплантации.

Концентрации ГР и ИФР-1 в фолликулярной жидкости положительно коррелируют с морфофункциональными характеристиками ооцитов, качеством эмбрионов и скоростью их дробления. Клиническая практика подтверждает, что включение ГР в протоколы стимуляции ассоциировано с улучшением репродуктивных исходов: увеличением числа зрелых ооцитов, повышением частоты оплодотворения, имплантации, наступления клинической беременности и живорождения. Наиболее выраженный терапевтический эффект наблюдается в группе пациенток с «бедным» овариальным ответом. Однако существующая гетерогенность данных, обусловленная методологическими различиями и ограниченным объемом выборок в ряде работ, препятствует формированию единых клинических рекомендаций по оптимальному режиму и дозированию ГР. Для окончательной верификации эффективности ГР в программах ВРТ необходимо проведение масштабных рандомизированных клинических исследований с жестким методологическим контролем.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Источники финансирования. Статья подготовлена в рамках выполнения государственного задания Минздрава России №НИОКТР 126022417900-6.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с содержанием настоящей статьи.

Участие авторов. Все авторы одобрили финальную версию статьи перед публикацией, выразили согласие нести ответственность за все аспекты работы, подразумевающую надлежащее изучение и решение вопросов, связанных с точностью или добросовестностью любой части работы.